Preview

Креативная хирургия и онкология

Расширенный поиск

Современные методы визуализации внеклеточных везикул

https://doi.org/10.24060/2076-3093-2026-16-1-22-33

Аннотация

Внеклеточные везикулы (ВВ), такие как экзосомы и микровезикулы (МВ), — это наночастицы, заключенные в липидный бислой и высвобождаемые различными клетками. Диаметр ВВ варьируется от 30 нм до нескольких микрометров, и они переносят биологический груз, такой как белки, липиды, РНК и ДНК, для локальной и дистанционной межклеточной коммуникации. Впоследствии было установлено, что ВВ играют роль в развитии и прогрессировании ряда заболеваний человека, в том числе опухолей. ВВ потенциально могут быть использованы в клинической деятельности в качестве транспортеров различных терапевтических агентов и диагностических инструментов различных заболеваний благодаря своей способности преодолевать биологические барьеры, такие как гематоэнцефалический барьер (ГЭБ), и специфически нацеливаться на определенные клетки. Для понимания роли ВВ в различных аспектах, от упаковки генетического материала и сигнальных молекул во время биогенеза ВВ внутри клеток-доноров до отслеживания их поглощения клетками-реципиентами и последствий после интернализации, крайне важно уметь ВВ визуализировать. Клиническое применение ВВ в диагностике и терапии по-прежнему ограничено проблемой эффективной визуализации их с высоким разрешением как in vitro, так и in vivo, главным образом из-за их размера. Для решения этой проблемы исследователи по всему миру разрабатывают инновационные методы маркировки и визуализации ВВ, стремясь раскрыть их полный потенциал. В данном обзоре рассматриваются современные и перспективные стратегии визуализации ВВ для исследований, а также обсуждаются преимущества и недостатки различных стратегий визуализации.

Об авторах

О. А. Бейлерли
Российский университет дружбы народов имени Патриса Лумумбы
Россия

Бейлерли Озал Арзуман оглы — к.м.н., старший научный сотрудник, учебно-научный институт нейрохирургии.

Москва



В. С. Щекин
Башкирский государственный медицинский университет
Россия

Щекин Влас Сергеевич — к.м.н., морфологическая лаборатория Института фундаментальной медицины.

Республика Башкортостан, Уфа



А. Б. Алышов
Новоуренгойская центральная городская больница
Россия

Алышов Агаш Беймирза оглы — отделение анестезиологии и реаниматологии № 2.

Ямало-Ненецкий автономный округ, Новый Уренгой



А. Д. Нагиев
Башкирский государственный медицинский университет
Россия

Нагиев Асим Джалалович — студент, лечебный факультет.

Республика Башкортостан, Уфа



Э. Н. Нуждин
Башкирский государственный медицинский университет
Россия

Нуждин Эдуард Николаевич — студент, лечебный факультет.

Республика Башкортостан, Уфа



Н. Гозалова
Карабахский университет
Азербайджан

Гозалова Наргиз — студент, факультет медицины и здравоохранения.

Ханкенди



Хонгли Жанг
Первый аффилированный госпиталь Харбинского медицинского университета; Институт нейронаук провинции Хэйлунцзян
Китай

Хонгли Жанг — младший научный сотрудник, отделение нейрохирургии.

Харбин



Ли Янг
Первый аффилированный госпиталь Харбинского медицинского университета
Китай

Ли Янг — PhD, профессор, отделение ортопедии.

Харбин



И. Ф. Гареев
Российский университет дружбы народов имени Патриса Лумумбы
Россия

Гареев Ильгиз Фанилевич — к.м.н., старший научный сотрудник, учебно-научный институт нейрохирургии.

Москва



Список литературы

1. Tkach M., Théry C. Communication by extracellular vesicles: where we are and where we need to go. Cell. 2016;164(6):1226–32. DOI: 10.1016/j.cell.2016.01.043

2. Zhang X., Yuan X., Shi H., Wu L., Qian H., Xu W. Exosomes in cancer: small particle, big player. J Hematol Oncol. 2015;8:83. DOI: 10.1186/s13045-015-0181-x

3. Abels E.R., Breakefield X.O. Introduction to extracellular vesicles: biogenesis, RNA cargo selection, content, release, and uptake. Cell Mol Neurobiol. 2016;36(3):301–12. DOI: 10.1007/s10571-016-0366-z

4. Mathieu M., Martin-Jaular L., Lavieu G., Théry C. Specificities of secretion and uptake of exosomes and other extracellular vesicles for cell-to-cell communication. Nat Cell Biol. 2019;21(1):9–17. DOI: 10.1038/s41556-018-0250-9

5. Van Deun J., Mestdagh P., Agostinis P., Akay Ö., Anand S., Anckaert J., et al. EV-TRACK: transparent reporting and centralizing knowledge in extracellular vesicle research. Nat Methods. 2017;14(3):228–32. DOI: 10.1038/nmeth.4185

6. Colombo M., Raposo G., Théry C. Biogenesis, secretion, and intercellular interactions of exosomes and other extracellular vesicles. Annu Rev Cell Dev Biol. 2014;30:255–89. DOI: 10.1146/annurev-cellbio-101512-122326

7. Pisitkun T., Shen R.F., Knepper M.A. Identification and proteomic profiling of exosomes in human urine. Proc Natl Acad Sci USA. 2004;101(36):13368–73. DOI: 10.1073/pnas.0403453101

8. EL Andaloussi S., Mäger I., Breakefield X.O., Wood M.J. Extracellular vesicles: biology and emerging therapeutic opportunities. Nat Rev Drug Discov. 2013;12(5):347–57. DOI: 10.1038/nrd3978

9. Sharma S., Dasgupta A., Singh A.K. Clinical relevance of extracellular vesicles in cancer. J Clin Med. 2019;8(10):1670. DOI: 10.3390/jcm8101670

10. Tian Y., Li S., Song J., Ji T., Zhu M., Anderson G.J., et al. A doxorubicin delivery platform using engineered natural membrane vesicle exosomes for targeted tumor therapy. Biomaterials. 2014;35(7):2383–90. DOI: 10.1016/j.biomaterials.2013.11.083

11. Xin H., Li Y., Buller B., Katakowski M., Zhang Y., Wang X., et al. Exosome-mediated transfer of miR-133b from multipotent mesenchymal stromal cells to neural cells contributes to neurite outgrowth. Stem Cells. 2012;30(7):1556–64. DOI: 10.1002/stem.1129

12. Watson D.C., Bayik D., Srivatsan A., Bergamaschi C., Valentin A., Niu G., et al. Efficient production and enhanced tumor delivery of engineered extracellular vesicles. Biomaterials, 2016;105(2):195–205. DOI: 10.1016/j.biomaterials.2016.07.003

13. Beylerli O., Gareev I., Ilyasova T., Musaev E., Chekhonin V. The Mechanism of Action of Exosomes Derived from Glioblastoma Cells. Curr Med Chem. 2025;32(27):5733–59. DOI: 10.2174/0109298673344390241017065119

14. Gareev I., Beylerli O., Tamrazov R., Ilyasova T., Shumadalova A., Du W., et al. Methods of miRNA delivery and possibilities of their application in neuro-oncology. Noncoding RNA Res. 2023;8(4):661–74. DOI: 10.1016/j.ncrna.2023.10.002

15. Gareev I., Beylerli O., Yang G., Sun J., Pavlov V., Izmailov A., et al. The current state of MiRNAs as biomarkers and therapeutic tools. Clin Exp Med. 2020;20(3):349–59. DOI: 10.1007/s10238-020-00627-2

16. Colombo M., Moita C., van Niel G., Kowal J., Vigneron J., Benaroch P., et al. Analysis of ESCRT functions in exosome biogenesis, composition and secretion highlights the heterogeneity of extracellular vesicles. J Cell Sci. 2013;126(Pt 24):5553–65. DOI: 10.1242/jcs.128868

17. Baietti M.F., Zhang Z., Mortier E., Melchior A., Degeest G., Geeraerts A., et al. Syndecan-syntenin-ALIX regulates the biogenesis of exosomes. Nat Cell Biol. 2012;14(7):677–85. DOI: 10.1038/ncb2502

18. Hsu C., Morohashi Y., Yoshimura S., Manrique-Hoyos N., Jung S., Lauterbach M.A., et al. Regulation of exosome secretion by Rab35 and its GTPase-activating proteins TBC1D10A-C. J Cell Biol. 2010;189(2):223–32. DOI: 10.1083/jcb.200911018

19. Cocucci E., Meldolesi J. Ectosomes and exosomes: shedding the confusion between extracellular vesicles. Trends Cell Biol. 2015;25(6):364–72. DOI: 10.1016/j.tcb.2015.01.004

20. Muralidharan-Chari V., Clancy J.W., Sedgwick A., et al. Microvesicles: mediators of extracellular communication during cancer progression. J Cell Sci. 2010;123(Pt 10):1603–11. DOI: 10.1242/jcs.064386

21. Ostrowski M., Carmo N.B., Krumeich S., Fanget I., Raposo G., Savina A., et al. Rab27a and Rab27b control different steps of the exosome secretion pathway. Nat Cell Biol. 2010;12(1):19–30; sup pp 1–13. DOI: 10.1038/ncb2000

22. Skotland T., Sandvig K., Llorente A. Lipids in exosomes: Current knowledge and the way forward. Prog Lipid Res. 2017;66:30–41. DOI: 10.1016/j.plipres.2017.03.001

23. Théry C., Amigorena S., Raposo G., Clayton A. Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids. Curr Protoc Cell Biol. 2006;Chapter 3:Unit 3.22. DOI: 10.1002/0471143030.cb0322s30

24. Kalluri R., LeBleu V.S. The biology, function, and biomedical applications of exosomes. Science. 2020;367(6478):eaau6977. DOI: 10.1126/science.aau6977

25. Xu R., Rai A., Chen M., Suwakulsiri W., Greening D.W., Simpson R.J. Extracellular vesicles in cancer — implications for future improvements in cancer care. Nat Rev Clin Oncol. 2018;15(10):617–38. DOI: 10.1038/s41571-018-0036-9

26. Skog J., Würdinger T., van Rijn S., Meijer D.H., Gainche L., Sena-Esteves M., et al. Glioblastoma microvesicles transport RNA and proteins that promote tumour growth and provide diagnostic biomarkers. Nat Cell Biol. 2008;10(12):1470–6. DOI: 10.1038/ncb1800

27. Harding C., Heuser J., Stahl P. Receptor-mediated endocytosis of transferrin and recycling of the transferrin receptor in rat reticulocytes. J Cell Biol. 1983;97(2):329–39. DOI: 10.1083/jcb.97.2.329

28. Гареев И.Ф., Бейлерли О.А., Zhao Sh., Yang G., Sun J., Бейлерли А.Т., Сафин Ш.М. Экстракция экзосом из плазмы крови пациентов с мультиформной глиобластомой. Креативная хирургия и онкология. 2019;9(3):234–8. DOI: 10.24060/2076-30932019-9-3-234-238

29. Zhang Q., Jeppesen D.K., Higginbotham J.N., Franklin J.L., Coffey R.J. Comprehensive isolation of extracellular vesicles and nanoparticles. Nat Protoc. 2023;18(5):1462–87. DOI: 10.1038/s41596-023-00811-0

30. Stam J., Bartel S., Bischoff R., Wolters J.C. Isolation of extracellular vesicles with combined enrichment methods. J Chromatogr B Analyt Technol Biomed Life Sci. 2021;1169:122604. DOI: 10.1016/j.jchromb.2021.122604

31. Arifin D.R., Witwer K.W., Bulte J.W.M. Non-Invasive imaging of extracellular vesicles: Quo vaditis in vivo? J Extracell Vesicles. 2022;11(7):e12241. DOI: 10.1002/jev2.12241. Erratum in: J Extracell Vesicles. 2022;11(12):e12284. DOI: 10.1002/jev2.12284

32. Malenica M., Vukomanović M., Kurtjak M., Masciotti V., Dal Zilio S., Greco S., et al. Perspectives of microscopy methods for morphology characterisation of extracellular vesicles from human biofluids. Biomedicines. 2021;9(6):603. DOI: 10.3390/biomedicines9060603

33. Giebel B., Helmbrecht C. Methods to analyze EVs. Methods Mol Biol. 2017;1545:1–20. DOI: 10.1007/978-1-4939-6728-5_1

34. Jiang A., Nie W., Xie H.Y. In vivo imaging for the visualization of extracellular vesicle-based tumor therapy. ChemistryOpen. 2022;11(9):e202200124. DOI: 10.1002/open.202200124

35. Szatanek R., Baj-Krzyworzeka M., Zimoch J., Lekka M., Siedlar M., Baran J. The methods of choice for extracellular vesicles (EVs) characterization. Int J Mol Sci. 2017;18(6):1153. DOI: 10.3390/ijms18061153

36. Imbrosci B., Schmitz D., Orlando M. Automated detection and localization of synaptic vesicles in electron microscopy images. eNeuro. 2022;9(1):ENEURO.0400-20.2021. DOI: 10.1523/ENEURO.0400-20.2021. Erratum in: eNeuro. 2022;9(2):ENEURO.0123-22.2022. DOI: 10.1523/ENEURO.0123-22.2022

37. Isogai T., Hirosawa K.M., Suzuki K.G.N. Recent advancements in imaging techniques for individual extracellular vesicles. Molecules. 2024;29(24):5828. DOI: 10.3390/molecules29245828

38. Arasu U.T., Härkönen K., Koistinen A., Rilla K. Correlative light and electron microscopy is a powerful tool to study interactions of extracellular vesicles with recipient cells. Exp Cell Res. 2019;376(2):149–58. DOI: 10.1016/j.yexcr.2019.02.004

39. Chambers M.G., McNamara R.P., Dittmer D.P. Direct stochastic optical reconstruction microscopy of extracellular vesicles in three dimensions. J Vis Exp. 2021;(174). DOI: 10.3791/62845

40. Noble J.M., Roberts L.M., Vidavsky N., Chiou A.E., Fischbach C., Paszek M.J., et al. Direct comparison of optical and electron microscopy methods for structural characterization of extracellular vesicles. J Struct Biol. 2020;210(1):107474. DOI: 10.1016/j.jsb.2020.107474

41. Corona M.L., Hurbain I., Raposo G., van Niel G. Characterization of extracellular vesicles by transmission electron microscopy and immunolabeling electron microscopy. Methods Mol Biol. 2023;2668:33–43. DOI: 10.1007/978-1-0716-3203-1_4

42. Agarwal V., Yadav S.S., Kumar S., Mehta N., Talwar G., Qadri J., et al. Evaluating the role of extracellular vesicles as a biomarker under transmission electron microscope in prostate cancer and benign prostate hyperplasia patients. Urologia. 2022;89(2):210–5. DOI: 10.1177/03915603211018677

43. Fertig E.T., Gherghiceanu M., Popescu L.M. Extracellular vesicles release by cardiac telocytes: electron microscopy and electron tomography. J Cell Mol Med. 2014;18(10):1938–43. DOI: 10.1111/jcmm.12436

44. Parker K.A., Ribet S., Kimmel B.R., Dos Reis R., Mrksich M., Dravid V.P. Scanning transmission electron microscopy in a scanning electron microscope for the high-throughput imaging of biological assemblies. Biomacromolecules. 2022;23(8):3235–42. DOI: 10.1021/acs.biomac.2c00323

45. Perrie Y., Ali H., Kirby D.J., Mohammed A.U., McNeil S.E., Vangala A. Environmental scanning electron microscope imaging of vesicle systems. Methods Mol Biol. 2017;1522:131–43. DOI: 10.1007/978-1-4939-6591-5_11

46. Demir Ş., Erdal E., Bagriyanik H.A. Imaging of Isolated Exosomes by Correlative Microscopy. J Histochem Cytochem. 2024;72(3):149–56. DOI: 10.1369/00221554241233346

47. Cizmar P., Yuana Y. Detection and characterization of extracellular vesicles by transmission and cryo-transmission electron microscopy. Methods Mol Biol. 2017;1660:221–32. DOI: 10.1007/978-1-4939-7253-1_18

48. Martínez-Andrade J.M., Salgado-Bautista D., Ramirez-Acosta K., Cadena-Nava R.D., Riquelme M. A practical protocol for correlative confocal fluorescence and transmission electron microscopy characterization of extracellular vesicles. Microbiol Spectr. 2025;13(7):e0302624. DOI: 10.1128/spectrum.03026-24

49. Pascucci L., Scattini G. Im aging extracelluar vesicles by transmission electron microscopy: Coping with technical hurdles and morphological interpretation. Biochim Biophys Acta Gen Subj. 2021;1865(4):129648. DOI: 10.1016/j.bbagen.2020.129648

50. Catanese S., Burlaud-Gaillard J., Blasco H., Blanchard E., Pisella P.J., Khanna R.K., et al. Rapid identification of extracellular vesicles in basal tears using transmission electron microscopy. J Fr Ophtalmol. 2025;48(4):104446. DOI: 10.1016/j.jfo.2025.104446

51. Deng X., Xiong F., Li X., Xiang B., Li Z., Wu X., et al. Application of atomic force microscopy in cancer research. J Nanobiotechnology. 2018;16(1):102. DOI: 10.1186/s12951-018-0428-0

52. Liu S., Han Y., Kong L., Wang G., Ye Z. Atomic force microscopy in disease-related studies: Exploring tissue and cell mechanics. Microsc Res Tech. 2024;87(4):660–84. DOI: 10.1002/jemt.24471

53. Xia F., Youcef-Toumi K. Review: advanced atomic force microscopy modes for biomedical research. Biosensors (Basel). 2022;12(12):1116. DOI: 10.3390/bios12121116

54. Cascione M., de Matteis V., Rinaldi R., Leporatti S. Atomic force microscopy combined with optical microscopy for cells investigation. Microsc Res Tech. 2017;80(1):109–23. DOI: 10.1002/jemt.22696

55. Skliar M., Chernyshev V.S. Imaging of extracellular vesicles by atomic force microscopy. J Vis Exp. 2019;(151). DOI: 10.3791/59254

56. Parisse P., Rago I., Ulloa Severino L., Perissinotto F., Ambrosetti E., Paoletti P., et al. Atomic force microscopy analysis of extracellular vesicles. Eur Biophys J. 2017;46(8):813–20. DOI: 10.1007/s00249-017-1252-4

57. Kowkabany G., Bao Y. Nanoparticle tracking analysis: an effective tool to characterize extracellular vesicles. Molecules. 2024;29(19):4672. DOI: 10.3390/molecules29194672

58. Longjohn M.N., Christian S.L. Characterizing extracellular vesicles using nanoparticle-tracking analysis. Methods Mol Biol. 2022;2508:353–73. DOI: 10.1007/978-1-0716-2376-3_23

59. Comfort N., Cai K., Bloomquist T.R., Strait M.D., Ferrante A.W. Jr, Baccarelli A.A. Nanoparticle tracking analysis for the quantification and size determination of extracellular Vesicles. J Vis Exp. 2021;(169):10.3791/62447. DOI: 10.3791/62447

60. Mladenović D., Brealey J., Peacock B., Koort K., Zarovni N. Quantitative fluorescent nanoparticle tracking analysis and nano-flow cytometry enable advanced characterization of single extracellular vesicles. J Extracell Biol. 2025;4(1):e70031. DOI: 10.1002/jex2.70031. Erratum in: J Extracell Biol. 2025;4(12):e70103. DOI: 10.1002/jex2.70103

61. Vestad B., Llorente A., Neurauter A., Phuyal S., Kierulf B., Kierulf P., et al. Size and concentration analyses of extracellular vesicles by nanoparticle tracking analysis: a variation study. J Extracell Vesicles. 2017;6(1):1344087. DOI: 10.1080/20013078.2017.1344087

62. Midekessa G., Godakumara K., Dissanayake K., Hasan M.M., Reshi Q.U.A., Rinken T., et al. Characterization of extracellular vesicles labelled with a lipophilic dye using fluorescence nanoparticle tracking analysis. Membranes (Basel). 2021;11(10):779. DOI: 10.3390/membranes11100779


Рецензия

Для цитирования:


Бейлерли О.А., Щекин В.С., Алышов А.Б., Нагиев А.Д., Нуждин Э.Н., Гозалова Н., Жанг Х., Янг Л., Гареев И.Ф. Современные методы визуализации внеклеточных везикул. Креативная хирургия и онкология. 2026;16(1):22-33. https://doi.org/10.24060/2076-3093-2026-16-1-22-33

For citation:


Beylerli O.A., Shchekin V.S., Alyshov A.B., Nagiev A.D., Nuzhdin E.N., Gozalova N., Zhang H., Yang L., Gareev I.F. Modern Methods for Imaging Extracellular Vesicles. Creative surgery and oncology. 2026;16(1):22-33. (In Russ.) https://doi.org/10.24060/2076-3093-2026-16-1-22-33

Просмотров: 93

JATS XML


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2076-3093 (Print)
ISSN 2307-0501 (Online)